La edición de genes CRISPR ahora es posible en cucarachas

CRISPR de dibujos animados en cucarachas. Crédito: Shirai et al./Cell Reporting Methods

Según un artículo de investigación publicado en la revista Métodos de informes de celdas Por Cell Press el 16 de mayo^yEn 2023, los investigadores crearon la tecnología CRISPR-Cas9 para permitir la edición de genes en cucarachas. El procedimiento CRISPR directo y efectivo (DIPA-CRISPR) consiste en inyectar sustancias en hembras adultas donde crecen los huevos en lugar de los embriones en sí.

“En cierto sentido, los investigadores de insectos se libraron de la incomodidad de inyectar los huevos”, dice el autor principal del estudio, Takaaki Daimon, de la Universidad de Kyoto. Ahora podemos modificar los genomas de los insectos con mayor libertad y por nuestra propia voluntad. En principio, este método debería funcionar para más del 90% de las especies de insectos”.

Los métodos actuales de edición de genes de insectos generalmente requieren microinyección de material en embriones tempranos, lo que limita severamente su aplicación a muchas especies. Por ejemplo, estudios previos no han investigado la manipulación genética de las cucarachas debido a su sistema reproductivo único. Además, la edición de genes de insectos a menudo requiere equipos costosos, una configuración experimental específica para cada especie y personal de laboratorio altamente calificado. “Estos problemas con los métodos convencionales han afectado a los investigadores que quieren realizar la edición del genoma en una variedad de especies de insectos”, dice Damon.

Para superar estas limitaciones, Damon y sus colaboradores inyectaron ribonucleoproteínas Cas9 (RNP) en la cavidad principal del cuerpo de grillos hembras adultas para introducir mutaciones genéticas en los óvulos en desarrollo. Los resultados mostraron que la eficiencia de la edición de genes, la proporción de individuos modificados del número total de individuos nacidos, podría llegar al 22%. En el escarabajo rojo de la harina, DIPA-CRISPR logró una eficiencia superior al 50 %. Además, los investigadores generaron escarabajos genéticos mediante la coinyección de oligonucleótidos monocatenarios y Cas9 RNP, pero la eficiencia es baja y debería mejorarse aún más.

La aplicación exitosa de DIPA-CRISPR en dos especies evolutivamente distantes demuestra su uso generalizado. Pero este enfoque no es directamente aplicable a todos los tipos de insectos, incluidas las moscas de la fruta. Además, los experimentos han demostrado que el factor más importante para el éxito es la etapa de inyección de las hembras adultas. Como consecuencia, DIPA-CRISPR requiere un buen conocimiento del desarrollo ovárico. Esto puede ser un desafío en algunas especies, debido a la variada historia de vida y las estrategias reproductivas de los insectos.

A pesar de estas limitaciones, DIPA-CRISPR es accesible, muy práctico y fácil de implementar en los laboratorios, lo que amplía la aplicación de la edición de genes a una variedad de especies de insectos modelo y no modelo. Esta tecnología requiere un equipo mínimo para inyectar a adultos y solo dos componentes: proteína Cas9 y una sola guía.[{” attribute=””>RNA—greatly simplifying procedures for gene editing. Moreover, commercially available, standard Cas9 can be used for adult injection, eliminating the need for time-consuming custom engineering of the protein.

“By improving the DIPA-CRISPR method and making it even more efficient and versatile, we may be able to enable genome editing in almost all of the more than 1.5 million species of insects, opening up a future in which we can fully utilize the amazing biological functions of insects,” Daimon says. “In principle, it may be also possible that other arthropods could be genome edited using a similar approach. These include agricultural and medical pests such as mites and ticks, and important fishery resources such as shrimp and crabs.”

Reference: “DIPA-CRISPR is a simple and accessible method for insect gene editing” by Yu Shirai, Maria-Dolors Piulachs, Xavier Belles and Takaaki Daimon, 16 May 2023, Cell Reports Methods.
DOI: 10.1016/j.crmeth.2022.100215

This work was supported by funding from JSPS KAKENHI, JSPS Open Partnership Joint Research Projects, Spanish Ministry of Innovation and Competitiveness, and CSIC-Spain, and in part by Cabinet Office, Government of Japan, Cross-ministerial Moonshot Agriculture, Forestry and Fisheries Research and Development Program.